Etalonnage d'une solution de glycogène

Courbe d'étalonnage effectuée au laboratoire : un seul colorimètre

Préparation de la gamme de dilution.
Le glycogène utilisé est celui d'huître d'une pureté de 85% de chez Jeulin. Je n'ai pas tenu compte de ce facteur pour les calculs.
Lorsque les élèves vont extraire le glycogène du foie de veau et du muscle de bœuf, ils pourront conclure que pour une même masse de matière, il y a moins de glycogène dans le muscle que dans le foie.
Il sera impossible de ramener les calculs en fonction des masses totales du foie et du muscle des animaux utilisés.
Solution mère de glycogène
0,5g dans 100mL(=5g/L = 5mg/mL) d'eau déminéralisée dans une fiole, mélanger doucement avant de compléter la fiole (le glycogène fait de la mousse), puis agiter doucement sur agitateur magnétique pendant 5 mn.

tabglycogene

 

 


 Cuves de colorimètre carrées de 1cm/1cm volume maximum: 4mL
Afin de respecter la loi de Beer-Lambert pour obtenir une droite, il faut introduire dans les cuves: 1mL de solution de glycogène, 3mL d'eau déminéralisée, 50 µL de Lugol (concentration habituelle).
Agiter doucement par retournement et mesurer les densités optiques:DO; ne pas attendre trop longtemps: le Lugol se décolore à la lumière.
J'ai essayé les solutions pures, puis au 1/2: les résultats ne sont pas probants: pas linéaire

Paramètres de l'Atelier Scientifique avec le colorimètre Color 1A réglé à 470nm: le maximum d'absorbance du diiode.
Le colorimètre est branché en entrée directe et réglé sur absorbance sur les bornes noire et rouge, grandeur: Absorbance, unité %, min:0; max: 2.
Faire le zéro sur une solution d'eau déminéralisée:4mL
En abscisse:
acquisition manuelle, grandeur: Glycogène, unités:mg/mL,min:0 et max:5 

voie directe manuelle
paramètres voie directe paramètres acquisition manuelle


Lancer l'acquisition
Se placer dans le mode "tableau"
Mettre la 1ère cuve dans le colorimètre (ne pas oublier le capot). Commencer par la plus petite concentration, entrer la valeur de la concentration en glycogène, attendre la stabilisation de la densité optique, valider et continuer avec la cuve suivante. Il faut à chaque fois renseigner la concentration.
Après la dernière dilution: arrêter l'acquisition, passer dans le mode graphique pour voir le tracé.
La dernière dilution ,la plus concentrée qui aussi la solution mère: 5mg/mL ne respecte pas la linéarité, donc ne pas la lire.
Les densités optiques doivent être x 2 entre 2 dilutions puisque la gamme de dilution est en cascade: chaque solution est le demi de la dilution précédente.
Résultats
gly1
Tracé de la droite de régression(couleur violette) qui permet un ajustement des points mesurés.
gly2
Pour lire la concentration en glycogène d'un échantillon, décocher la 1ère droite(rouge) et afficher la DO avec le pointeur sur la droite violette.

J'ai choisi de faire la concentration 0g/L sur de l'eau + Lugol : 4mL + 50µL.
Avant de lire les échantillons, il faut faire un test sur l'échantillon contenant du glycogène pour voir si la coloration de ce dernier rentre dans la gamme d'échantillonnage.
Sinon il faudra diluer l'échantillon.
etalonglycogene1
Mes résultats sont en accord avec la "référence" Didier POL: http://www.didier-pol.net/3MUSCLE2.html; mise en évidenceet dosage du glycogène.
Évidemment lorsque je suis passée aux essais de dosage de glycogène, j'ai rencontré un os.

  1. Le fait d'utiliser 1mL de solution dans la cuve modifie les concentrations, il faut calculer la quantité de glycogène dans la cuve pour retrouver la quantité dans l'échantillon.
  2. La prise d'essai de 1 mL de l'échantillon à doser dans la cuve est trop importante et sort de la gamme d'étalonnage, ce qui impose une dilution de l'échantillon.
  3. Cela complique tous les calculs alors j'ai refait une gamme d'étalonnage du glycogène en connaissant à peu près l'absorbance d'une solution de glycogène contenue dans le foie de veau.
  4. Voir l'article  nouvel étalonnage.

Commentaires  

 
0 #1 belmaghnia2014@gmail 19-11-2015 08:58
svp comment transforme ce concentration en mg/g
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